Lonza Nucleofector 2b单孔细胞核转染系统
——原代细胞、难转染细胞系高效电转仪

 
北京泽平代理的德国进口Lonza Nucleofector 2b单孔细胞核转染系统（原Amaxa Nucleofector II/2b Device，又称Lonza 2b细胞核转仪、Lonza 2b细胞电转仪）， 作为全球知名的高效基因电转仪，其利用传统电穿孔原理，结合细胞特异性电转染液，可以将包括DNA、RNA、质粒、多肽、蛋白质、核糖核蛋白复合体RNP等转入细胞质中，并穿过核膜直接进入细胞核中，实现高效转染，称为Nucleofector核转染技术(Nucleofection)。其中质粒DNA转染效率最高达到90%、寡核苷酸如siRNA转染效率最高达到99%。

北京泽平科技，2009年-2024年连续16年作为Lonza中国地区一级代理商，长期稳定销售Lonza核转仪及核转试剂盒、人原代细胞和原代培养基、X-VIVO无血清培养基、GS基因表达系统用CHO细胞培养基、内毒素检测试剂盒和检测仪器、支原体检测试剂盒和仪器、琼脂糖和闪胶、COCOON全自动细胞生产平台、MODA实验室信息管理系统等全系列产品，提供全套售前、售后服务，在国内众多大学院校、研究机构师生、以及企业研发人员中获得了良好口碑，并于2019年获得LONZA亚太地区优秀经销商奖。

①Lonza官方授权，完整进口手续，正品保证
②专业技术支持团队，中文咨询服务，解决实验问题
③核转仪现场装机、演示Demo、培训
④完善销售流程，售前、售后一条龙服务
⑤中国地区一级代理商，优势价格，大量现货销售


 
Lonza 2b电转仪自2001年上市以来，广泛用于包括干细胞、神经细胞、T淋巴细胞在内的动物原代细胞和难转染的细胞系，以及细菌、外泌体转染中，助力CAR-T、CAR-NK、CRISPR/Cas9基因编辑、IPS重编程、RNA干扰、外泌体递送等多种前沿研究，全球发表文章超过14,000篇。



2b电转仪不依赖于有丝分|裂，尤其适合不分化细胞，如静止的T淋巴细胞、神经细胞等，最快2小时可观察到蛋白表达。相比脂质体转染、病毒转导、传统电穿孔仪，Lonza 2b电转仪操作简单，重复性高，在原代细胞和细胞系中实现更高转染效率、更高细胞活率、更快基因表达，加快推进实验进程。


Fig. Primary NHDF-neo cells were transfected with labeled plasmid DNA encoding GFP, fixed after 2h in 3.5%PFA and analyzed by confocal microscopy.
 

 

 

 

Lonza Nucleofector核转染技术依托电转仪设备、电转染试剂盒、全球共享数据库三方面技术和资源优势，实现高效、灵活、方便的细胞转染体验。



①2b电转仪——内置针对不同细胞类型优化的电脉冲程序，无需人工设置电压电流等电击参数，无需摸索转染条件，选定程序一键操作，实验过程简单方便。

②电转染试剂盒——Lonza 2b电转染试剂盒由电极杯（电转杯）、电转染缓冲液、补充剂、pmaxGFP阳性对照质粒、巴氏吸管组成。其电转缓冲液配方根据原代细胞、细胞系类型单独优化，每种试剂盒用于不同细胞类型，以提高转染效率、转染后细胞活率，支持多种底物共转染，实验结果具备高重复性。

③全球共享数据库——线上实时数据库（https://knowledge.lonza.com），可查询超过759种细胞的转染全流程数据，包括细胞来源、传代、培养条件、转染程序选择和操作技巧、转染后培养条件、历史转染结果等，资源不断更新，丰富便捷的数据参考，提高实验效率，帮助科研人员专注于研究本身。

 

 

 

 
Lonza 2b细胞电转仪转染操作流程



 


 



Lonza 2b电转仪参数
 

 

 

 
 
引用文献

1. Korbinian N. Kropp, et al.(2023) Targeting the melanoma-associated antigen CSPG4 with HLA-C*07:01-restricted T-cell receptors. https://doi.org/10.3389/fimmu.2023.1245559
2. Stephan Riesenberg, et al.(2023) Efficient high-precision homology-directed repair-dependent genome editing by HDRobust. https://doi.org/10.1038/s41592-023-01949-1
3. Kui Zhao, et al.(2023) Generation of an NSD2-deficient human embryonic stem cell line using CRISPR/Cas9 technology. https://doi.org/10.1016/j.scr.2023.103255
4. Meiling Jiang, et al.(2023) Generation of a homozygous RANGRF knockout hiPSC line by CRISPR/Cas9 system. https://doi.org/10.1016/j.scr.2023.103136
5. Xingjie Ren, et al.(2023) Efficient bi-allelic tagging in human induced pluripotent stem cells using CRISPR. https://doi.org/10.1016/j.xpro.2023.102084
6. Ittetsu Nakajima, et al.(2023) In Vivo Delivery of Therapeutic Molecules by Transplantation of Genome-Edited Induced Pluripotent Stem Cells. https://doi.org/10.1177/09636897231173734
7. Shidong Qiu, et al.(2023) Generation of the induced pluripotent stem cell line SFMUi001-A from a patient with usher syndrome type 2 caused by biallelic variants in the USH2A gene. https://doi.org/10.1016/j.scr.2023.103101
8. Chiami Moyama, et al.(2023) Myb Repression Mediates Stat5b-knockdown-induced Apoptosis and Inhibits Proliferation of Glioblastoma Stem Cells. https://doi.org/10.21873/cgp.20374
9. Saito, M.K., et al.(2023) A disease-specific iPS cell resource for studying rare and intractable diseases.  https://doi.org/10.1186/s41232-023-00294-2
10. Joseph T. Smith, et al.(2023) Developmental dynamics of mitochondrial mRNA abundance and editing reveal roles for temperature and the differentiation-repressive kinase RDK1 in cytochrome oxidase subunit II mRNA editing. https://doi.org/10.1128/mbio.01854-23

 


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